Um relatório é um relato detalhado de um experimento científico,
geralmente realizado em laboratório. Aprender a elaborar um relatório
significa, antes de tudo, aprender a organizar dados, informações e resultados
obtidos e transmiti-los de maneira correta, segundo os critérios científicos
aceitos no mundo todo. Assim, o relatório faz parte do experimento.
Devido a importância de se saber escrever bem dados científicos, o que
também é de extrema importância para professores, após a realização de alguns
experimentos desta disciplina, cada equipe de alunos elaborará um Relatório
Cientifico. Este deverá ser entregue, impreterivelmente, uma ou duas semanas
após a execução do trabalho experimental. Nesse relatório deverão contar
obrigatoriamente, e na sequência indicada abaixo, os seguintes itens:
A seguir são
apresentados alguns esclarecimentos para preparação de cada item.
Compreende uma
breve descrição do assunto central do experimento, de modo a apresentá-lo ao
leitor, ou seja, inteirá-lo do que será feito e o porque da realização do
experimento. Uma introdução pode conter também uma descrição teórica sobre o
objeto em estudo extraída de livros textos relacionados ao assunto. Entretanto,
não pode ser a cópia de um texto ou de qualquer outra referência pesquisada,
mas sim uma redação que oriente o leitor para o problema estudado e sua
importância
Parte do
relatório onde são apresentados os objetivos específicos do experimento, ou
seja, o que realmente se quer observar.
Deve conter
uma descrição precisa e detalhada dos procedimentos utilizados, inclusive
modificações que tenham sido feitas no roteiro, informando todos os dados
importantes como qualidade dos reagentes, solventes, tempo, temperatura da
reação, métodos de análise, etc. Deve conter uma lista dos materiais,
instrumentos, reagentes e soluções utilizadas.
Esta seção é
uma das mais importantes de um relatório. Primeiramente, os resultados obtidos
devem ser apresentados da forma mais clara e completa possível, na forma de
tabelas, gráficos, equações químicas, cálculos etc. Os dados devem estar
inseridos dentro de um texto, seguindo uma sequência lógica e de fácil
entendimento. Em seguida, os resultados obtidos devem ser discutidos, ou seja,
comentados pelos autores. Devem discutir possíveis fontes de erro, correlacioná-los
com os dados obtidos, e, sempre que possível, comparar os resultados obtidos
com os da literatura. Estes itens podem, opcionalmente, ser apresentados
separadamente.
Constitui numa
análise critica e resumida do trabalho todo tendo relação estreita com os
objetivos propostos. Neste item deve ser verificado se os objetivos específicos
foram atingidos, podendo-se ainda fazer proposições que levem a melhores
resultados.
È a lista de
livros ou obras de referência e artigos de revistas utilizados na confecção dos
relatórios. No texto, deve haver citação de referência usando-se números entre
colchetes para as referências (Exemplo: [1]). As referencias bibliográficas
devem ser apresentadas segundo as normas da ABNT, como exemplificado abaixo:
XXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXXX
GRUPO I: CARLA TAYNAN MATOS AMARAL, GLENDA BATISTA
CASTRO, INGRID VALE MACHADO, JÉSSICA MYLENA GARCIA CUNHA, KARLA JORDANA MENDES
DUTRA, NARYELMA CRISTINA SILVA BRITO E RENATA DOS SANTOS SLIVA
Coloração de Gram é uma
técnica de coloração para diferenciação de microrganismos através das cores,
para serem observados em microscópio óptico. A técnica recebeu este nome em
homenagem ao médico dinamarquês Hans Cristian Joaquim Gram.
Por volta de 1884, Hans Gram
observou que as bactérias, após serem tratadas com diferentes corantes,
adquiriram cores diferenciadas. A técnica de Gram é fundamental para
a taxonomia e identificação das bactérias, sendo muito utilizada
atualmente, como técnica de rotina em laboratórios de bacteriologia. Nas bactérias Gram-positivas a parede celular é formada
principalmente por ácidos teicóicos e nas bactérias Gram-negativas, é formada
principalmente por lipídeos. Por possuírem grande quantidade de ácidos
teicóicos, após a coloração, as Gram-positivas formam um complexo corado azul
intenso, que não é removido facilmente com álcool-acetona. As Gram-negativas
não retêm a coloração após o tratamento com álcool-acetona e são reveladas
posteriormente com solução de fucsina ou safranina, apresentando-se na
coloração avermelhada.
O
método tintorial predominante utilizado em bacteriologia é o método de Gram. A
bacterioscopia, após coloração pelo método de Gram com diagnóstico presuntivo,
de triagem, ou até mesmo confirmatório em alguns casos, constituindo-se uma
peça importante e fundamental. Essa técnica é simples, rápida e tem capacidade
de resolução, permitindo o correto diagnóstico em cerca de 80% dos pacientes.
Os
custos com investimento e manutenção são consideravelmente baixos diante da
eficácia alcançada com os resultados imediatos dos testes. Essa técnica requer
instalação simples, necessitando apenas de uma sala pequena com disponibilidade
de água e gás, onde deverá ser instalado um balcão com pia e um bico de Bunsen,
eventualmente substituído por uma lamparina ou espiriteira. São ainda
necessários: microscópio com objetiva de imersão e bateria para a coloração de
Gram. Os corantes devem ser preparados pelo próprio laboratório ou por um
laboratório habitado que assegure a qualidade do produto. Finalmente, e mais
importante, são necessários técnicos de laboratório treinados, responsáveis e
conscientes do valor do seu trabalho.
Observar e diferenciar bactérias Gram positivas e Gram negativas, de amostras de células epiteliais retiradas da gengiva e mucosa bucal dos próprios alunos, através do método de coloração de Gram.
Ø Violeta de
Metila
Ø Lâmina
Ø Lugol
Ø Alcool Etílico
Ø Fucsina
Ø Microscópio
óptico
Ø Óleo
mineral
Ø Swab
O material biológico foi coletado com um swab e foi feito um esfregaço no centro de uma lâmina de vidro, o mesmo foi coberto com violeta de metila e deixamos agir por aproximadamente 1 minuto. Em seguida foi adicionado água sobre a lamina coberta com o violeta de metila e deixamos agir por 45 segundos.
Logo após a lamina foi lavada com uma leve corrente
de água, em seguida a lamina foi coberta com lugol e deixamos agir por cerca de
1 minuto. Depois lavamos com água corrente.
O álcool etílico foi adicionado sobre a lâmina
descorando-a, até que não desprenda mais corante, mais uma vez logo após esse
procedimento lavamos com água corrente novamente. A lâmina foi coberta com
fucsina e deixamos agir por aproximadamente 30 segundos, lavamos novamente com
água corrente e a lamina foi deixada pra secar ao ar livre.
Em seguida examinou-se ao
microscópio com a objetiva de imersão, a lâmina foi posicionada
no microscópio e este foi ajustado com a objetiva de 10x e depois em 40x.
Todos os passos e procedimentos necessários para o método de coloração de Gram foram feitos, seguindo à risca o módulo. Os objetivos foram alcançados, pois tanto bactérias Gram-positivas, quanto Gram-negativas foram bem visualizadas. A técnica da coloração diferencial de Gram mostrou-se muito eficiente, pois foi possível chegar a uma conclusão sobre a forma e o arranjo das bactérias que nos foi proposto analisar.
Os meios de cultura são um preparado químico
formulado com os nutrientes fundamentais para que microrganismos se
multipliquem. Dessa forma , é possível identificar, analisar e pesquisar o
resultado dessa multiplicação celular.
O meio de cultura é composto principalmente por
fontes de carbono e energia (açúcares), fósforo, sais minerais, nitrogênio.
Para testes de organismos específicos, muitos
outros componentes são utilizados para fabricar um meio de cultura, este é o
chamado meio seletivo,
onde conseguimos nutrir o crescimento dos micro-organismos que serão objetos de
investigação.
O crescimento dos microrganismos nos diferentes
tipos de meios de cultura, fornece as primeiras informações para a sua
identificação. É importante conhecer o potencial de crescimento de cada meio de
cultura e adequar ao perfil bacteriano esperado para cada material.
Preparar meio de cultura a ser utilizado para o cultivo de microrganismos, uma forma de familiarizar com os métodos de preparo e esterilização de meios de cultura, bem como conhecer a aplicação dos diferentes tipos de meio, visto que, o crescimento dos microrganismos nos diferentes meios de cultura fornecerão as primeiras informações para a sua identificação.
Em aula prática no laboratório de microbiologia, alguns procedimentos foram importantes na hora da preparação de cada meio de cultura, objetivando obter melhores resultados. Foram utilizados quatro meios de cultura, os quais, após preparo, foram devidamente identificados, sendo eles: CLED, Ágar MacConkey, Ágar Nutriente
O segundo passo foi preparar o Ágar Cystine Lactose Electrolyte Deficient (CLED) que é um meio de cultura que inibe cepas de Proteus, além de ser usado para isolar e quantificar microrganismos de urina. Neste preparo, foi utilizado 200mL de CLED, mas para se obter essa quantidade aplicou-se uma regra de três. Na bula 36,2g do produto é o essencial para 1L, então obteve-se 7,24g para 200mL. Utilizou-se a balança para adquirir a quantidade necessária sendo transferido logo após para um Erlenmeyer. Acrescentou-se a metade dos 200mL com água destilada medida em proveta levando a dissolver o ingrediente. Com um bastão de vidro agitou-se para auxiliar o processo. Após a formação homogênea, completou-se o volume com o restante da água. Em seguida, foi utilizado a chama do bico de Bunsen protegida com tela de amianto até a ebulição. Completada esta fase, tamponou-se com gaze, algodão e fita adesiva deixando o material pronto para esterilização em autoclave a 121ºC por 15 minutos.
O próximo meio preparado foi o Ágar MacConkey, cristal violeta que inibe o crescimento de microrganismos Gram positivos especialmente enterococos e estafilococos devido a concentração de sais de bile. O procedimento deste meio se dá de forma igual ao meio Ágar CLED. Aplicou-se então a regra de três onde de acordo com a bula 51,5g do produto é o essencial para 1L. Como foi necessário 200mL de Ágar MacConkey, o resultado da conta foi 10,3g. A balança serviu de meio para adquirir a pesagem e o Erlenmeyer como recipiente de transferência. Adicionou-se 200mL de água destilada medida em proveta para dissolver e com o auxílio de um bastão de vidro misturou-se evitando a formação de espuma. Foi utilizado a chama do bico de Bunsen com tela de amianto até a ebulição. Em Seguida, tamponou-se com gaze, algodão e fita adesiva deixando o material pronto para a esterilização junto com os demais meios.
2.3.3Ágar Nutriente
Meio relativamente simples, de fácil preparo e barato, muito usado nos laboratórios de microbiologia. Procedimento igual aos demais meios citados acima, com exceção da água peptonada pelo fato de ter a transferência do caldo para tubos de ensaio após o aquecimento pela chama do bico de Bunsen. A regra de três foi aplicada para a obtenção da quantidade em gramas para 200mL do Ágar Nutriente. De acordo com a bula 28,0g é a quantidade necessária para 1L. Desta maneira 5,6g é o resultado da regra de três. Após pesado em balança, o ingrediente foi transferido para o Erlenmeyer que com a proveta adicionou-se 200mL de água destilada, além do auxílio do bastão de vidro. Em seguida para melhor dissolver, utilizou-se a chama do bico de Bunsen protegida com tela de amianto até ebulição. O material após ter sido tamponado com gaze, algodão e fita adesiva encontrou-se pronto para a esterilização em autoclave.
A partir desta
prática experimental, foi possível identificar os diferentes meios de cultura e
modo como se prepara um meio, a fim de que se possa cultivar e manter
microrganismos em laboratório. Além de familiarizar com os métodos foi possível
o conhecimento da aplicação dos diversos tipos de meios.
O
exame bacterioscópico é realizado com a utilização de um microscópio para
verificar a analise, da coloração de gram permitindo um estudo apurado sobre as
características morfotintoriais das bactérias e outros elementos como fungo, leucócitos
e outros organismos celulares.
O
exame bacterioscópico é compreendido sob a forma de esfregaço corado. O exame bacterioscópico
ao gram permite um estudo aguçado das características morfotintoriais das
bactérias e outros elementos que possam estar presente no local da infecção.
O
exame que é realizado de forma microscópico direto após a coloração (gram tem
como objetivo a pesquisa de possíveis bactérias nas áreas genitais de homens e
mulheres. Pela rapidez do resultado este exame é importante em situações de
grande urgência, como por exemplo a suspeita de meningite.
O
método de Gram permite classificar as bactérias em dois grandes grupos: as que retêm
violeta de genciana (Gram-positivas) e as que não retêm o violeta genciana
(gram-negativas). Além do mais, é útil para determinar a forma (cocos e bacilos),
e o arranjo das células após a divisão celular.
- Laminas
- sol. Cristal de
violeta 2%
- sol. Iodo (lugol)
- álcool 95%
- sol. Fucsina fenicada
-suporte para laminas
- alça de platina
- bico de Bunsen
- óleo de imersão
- microscópio
- EPIs
1. Preparar
o esfregaço e fixar ao calor;
2. Cobrir
a área do esfregaço com a solução de cristal de violeta por cerca de 1 minuto;
3. Lavar
com agua corrente e escorrer o excesso de agua;
4. Cobrir
a área do esfregaço com a solução de iodo durante cerca de 1 minuto;
5. Descorar
a lamina com a mistura álcool 95%, até que o solvente escorra incolor;
6. Cobrir
o esfregaço com a fucsina por cerca de 30 segundos;
7. Lavar
com agua corrente;
8. Deixar
secar ao ar.
As bactérias Gram-positivas retêm o cristal
violeta e se apresenta com coloração violeta, enquanto as Gram-negativas são
decoradas pelo álcool 95%, sendo, portanto, coradas pela safranina e se
apresentam róseas.
A cultura de fezes identifica microrganismos
enteropatogênicos em casos de diarreia aguda ou crônica. São consideradas
indicações de coprocultura: diarreia sanguinolenta, febre, tenesmo, sintomas
severos e persistentes (mais do que 10 dias de doença), presença de leucócitos
fecais e história de exposição a agentes bacterianos. As coproculturas são direcionadas para pesquisa
sorológica de E. coli enteropatogênicas, entre outros eventuais patógenos
(FRANCO, 2017).
O material deve ser coletado, de preferência, antes do uso de
antimicrobianos orais ou sistêmicos e quatro dias após o uso de contrastes
radiológicos. Fezes colhidas nos primeiros dias de doença apresentam mais
resultados positivos. A coleta de amostras múltiplas sucessivas aumenta a
chance de isolamento do patógeno. Na pesquisa de portadores ou no controle de
cura recomenda-se a coleta de três amostras (FRANCO, 2017).
Isolar germes
enteropatogênicos de fezes e observar as características morfológicas das
colônias dos principais germes.
Amostra de fezes,
Ø Ágar EMB;
Ø Ágar SS;
Ø Alça de platina;
Ø Bico de Bunsen;
Ø
Estufa a 37ºC;
Ø Placas de petri.
* Semear as fezes pelo
método de esgotamento, nos seguintes meios de cultura: ágar EMB, ágar SS.
* Incubar os meios a
37ºC por 24 a 48 horas.
* Observar as
características da colônias e proceder a identificação (provas bioquímicas)
* A semeadura deve ser
feita com alça de platina ou bastão em L (espátula de Digas), em três setores
de cada placa, de maneira a esgotar progressivamente o inóculo, com vistas à
obtenção de colônias isoladas.
* Para o
enriquecimento, semear um fragmento de fezes mais ou menos do tamanho de uma
ervilha (ou, em se tratando de fezes líquidas ou de suspensão em meio de
transporte, cerca de 1 a 2 ml) em tubos de caldo seleneto.
Em
ágar SS, crescem bem tanto as Salmonellas quanto as Shigellas, sob a forma de colônias
circulares, incolores e transparentes; os Proteus dão colônias “O” que só se
distinguem das colônias de Salmonella por serem um pouco maiores e menos
transparentes e os coliformes são inibidos ou formam colônias vermelhas.
Em
ágar EMB, as Salmonellas e Shigellas crescem sob a forma de colônias róseas,
transparentes, ao passo que os coliformes produzem colônias negras (Escherichia
coli) ou colônias mucóides róseas, com centro negro (Enterobacter); os Proteus
são inibidos e tendem a formar um véu invasor.
A
urocultura, também chamada de
urinocultura ou
cultura da urina, é um exame laboratorial realizado
com a urina que complementa o diagnóstico de
infecção urinária causada por
bactérias.
Uma vez
que os
rins e a
bexiga são locais estéreis, a presença de bactérias pode significar infecção
urinária. No entanto, nem sempre a presença das mesmas se traduz em infecção
ativa. Em certos casos, ela pode colonizar a uretra e a bexiga sem provocar
alguma doença.
A melhor urina para ser utilizada nesse procedimento é a
primeira da manhã, pois esta permanece por mais tempo na bexiga, favorecendo a
multiplicação bacteriana.
Identificar os germes uropatogênicos;
O exame é realizado colocando-se
uma amostra de urina em um meio de cultura propício para o crescimento de
bactérias. Caso estas últimas estejam presentes na urina, dentro de 48-72h é
possível observar a formação de colônias de bactérias, sendo possível detectar
qual a bactéria e o antibiótico adequado para tratar a infecção em questão
(antibiograma). As bactérias normalmente encontradas são: Escherichia
coli, Enterococcus spp., Klebisiella-Enterobacter
spp., Staphylococcus saprophyticus e Pseudomonas spp.
TÉCNICA: Semeadura Pour Plate;
TEMPERATURA: 37 °C;
TEMPO: 24-48h:
Observamos o crescimento de várias colônias.
As bactéria são identificadas por características morfológicas,
fisiológicas, bioquímicas e sorológicas. As provas bioquímicas se baseiam no
metabolismo bacteriano, onde se observa a produção ou degradação de
metabólitos, que reagem no meio de identificação produzindo cores
características para cada prova.
Realizar
provas bioquímicas para identificar as bactérias da família Enterobacteriaceae.
Ø Placas com colônias isoladas de bactérias Gram-negativas;
Ø Meios de identificação (EPM, MILI e CIT);
Ø Alça de platina.
Com as placas contendo colônias isoladas de bactérias
Gram-negativas, observou-se as características das colônias, coletou-se a
colônia suspeita, e esta foi semeada nos seguintes meios de identificação
presuntória: EPM, MILI e CIT. Para inocular o meio EPM, introduzir a agulha até
o fundo do tubo e ao retirá-la semear a superfície do meio. A inoculação do
MILI deve ser feita por picada central, introduzindo a agulha até o fundo do
tubo. O material foi incubado a 37ºC por 18-24horas.
MEIO EPM
· Fermentação da
glicose: cor amarela
· Produção de gás:
formação de bolhas ou deslocamento do meio do fundo do tubo
· Produção de H2S:
Enegrecimento do meio em qualquer intensidade
· Hidrólise da uréia:
Aparecimento da cor azul ou verde-azulada (reação fraca) que se estende para a
base do meio, envolvendo-a totalmente ou não
· Desaminação do
Triptofano: aparecimento de cor verde-garrafa no superfície do meio. Quando a
reação é negativa, a superfície do meio adquire cor azul ou, raramente, amarela
MEIO MILI
·
Motilidade: a bactéria móvel cresce além da picada turvando parcial ou
totalmente o meio. A bactéria imóvel cresce somente na picada.
·
Descarboxilação da Lisina: quando a lisina é descarboxilada, o meio adquire cor
púrpura acentuada ou discreta. Quando o aminoácido não é utilizado, o meio
adquire cor amarela nítida nos seus 2/3 inferiores. Considerar o teste positivo
sempre que o meio não estiver amarelo
·
Produção de indol: após a leitura dos testes de motilidade e lisina, adicionar
3 a 4 gotas de reativo de Kovacs a superfície do meio e agitar levemente.
Quando a bactéria produz indol, o reativo adquire cor rosa ou vermelha. Quando
não o produz, o reativo mantém a sua cor inalterada
CITRATO:
a utilização do citrato revela-se pelo aparecimento de cor azul na superfície
do meio. O teste deve ser considerado negativo quando a cor do meio não sofrer
alteração
Os
Estafilococos são as bactérias não esporuladas que mais resistem no meio
ambiente. Podem sobreviver por meses em amostras clínicas secas, são
relativamente resistentes ao calor e podem tolerar uma concentração aumentada
de sal. No entanto, apesar dos antimicrobianos existentes, da melhora das
condições sanitárias e das medidas de controle de infecção hospitalar, este
microrganismo continua a ser um dos mais importantes patógenos para o homem.
Indivíduos sadios são colonizados intermitentemente por Staphylococcus aureus
desde a amamentação, e podem albergar o microrganismo na nasofaringe,
ocasionalmente na pele e raramente na vagina. A partir destes sítios, o S.
aureus pode contaminar a pele e membranas mucosas do paciente, objetos
inanimados ou outros pacientes por contato direto ou por aerossol, ocasionando
infecções letais por conta dos fatores de virulência ou através de resistência
aos antimicrobianos atualmente utilizados (ANVISA, 2017).
A
forma mais simples de identifica o Staphylococcus aureus é a prova da coagulase
que pode ser efetuada em tubo ou em lamina (ANVISA, 2017).
Identificar a presença
de sthaphylococcus aureus com a prova da coagulase.
Ø Amostra
da placa,
Ø Lâmina;
Ø Lamínula;
Ø Alça
de platina;
Ø
Reagente
Staphy test da Probac;
Ø Solução
salina.
A
maioria das cepas de Staphylococcus aureus possui a coagulase ligada (ou fator
aglutinante) “clumping factor” na superfície da parede celular, que reage com o
fibrinogênio do plasma causando a coagulação do mesmo. Colocou-se 2 gotas de solução salina em uma
lâmina, emulsionou-se em seguida uma colônia isolada a ser testada. Colocou-se
uma gota de plasma e misturou-se com um palito de plástico ou madeira. Após o
procedimento foi observado se houve aglutinação.
Negativo para
estafilococos aureus, pois não houve reação de aglutinação.
ANVISA. Detecção e
Identificação de Bactérias de Importância Médica, 2017.
NICÉSIO.R.G. Coloração de Gram, 05/05/2017. Disponível em: http://www.biomedicinabrasil.com/2011/06/coloracao-de-gram.html. Acesso em: 06/05/2017
LIBERTO, M. I. M.; CABRAL, M. C.; LINS, U. G. C. (2006). Microbiologia.
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Exame
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Acesso em: 07/05/2017
